Expression et fonctionnalité du canal CFTR dans un modèle d'épithélium bronchique et nasal différencié issu de patients atteints de mucoviscidose

Depuis la découverte du fonctionnement du canal chlorure CFTR (Cystic Fibrosis Transmenbrane conductance Regulator) en 1983, puis du gène CFTR en 1989, de nombreuses mutations impliquées dans la mucoviscidose ont été identifiées. Ces mutations sont responsables d’une perturbation de l’activité de la protéine CFTR en perturbant sa synthèse, son transfert intracellulaire, et son fonctionnement à la membrane apicale des cellules épithéliales.
Les thérapies innovantes actuelles de réparation de la protéine CFTR reposent sur l’utilisation de correcteurs et/ou de potentiateurs de la protéine. Les correcteurs (e.g., Tezacaftor, Elexacaftor) augmentent l’expression de la protéine CFTR à la membrane apicale en réduisant sa rétention et sa dégradation au niveau du réticulum endoplasmique alors que les potentiateurs, (e.g., Ivacftor), améliorent son ouverture et sa conductance. Récemment, la mise sur le marché de l’associations Ivacfator/Tezacaftor/Elexacaftor (Kaftrio®) pour les enfants de plus de 6 ans atteints de mucoviscidose porteurs d’une mutation F508del et d’une mutation sévère et la mise sur le marché de l’association Ivacfator/Tezacaftor (Symkevi®) pour ceux porteurs d’une mutation F508del et d’une mutation résiduelle ont représenté une véritable révolution thérapeutique dans la prise en charge de la maladie.
Cependant, bien qu’elles représentent une avancée considérable dans la lutte contre la mucoviscidose, ces thérapies protéiques restent non indiquées pour les patients atteints de mucoviscidose sans mutation F508del. De plus, les patients porteurs de mutations homozygotes ou hétérozygotes composites responsables de l’absence de synthèse de la protéine (mutation Codon stop de classe I) sont insensibles à ces « réparateurs protéiques ». En revanche, pour ces patients, l’édition génique CRISPR-Cas9 pourrait représenter une nouvelle piste thérapeutique comme c’est le cas pour d’autres pathologies génétiques (e.g., drépanocytose, amylose à transthyretine, amaurose de Leber, syndrome hyper IgE) (1, 2).
Pour élaborer un modèle in vitro de correction génétique du gène CFTR en utilisant la méthode CRISPR-Cas9 dans l’épithélium nasal et bronchique de patients porteurs de mutation Codon stop de classe I, l’équipe pédiatrique du centre hospitalier universitaire de Bordeaux souhaite collaborer avec le service de génétique clinique (3), le service de génétique et de biologie moléculaire maitrisant la méthode CRISPR-Cas9, INSERM U1213 (4, 5) et le Centre de Recherche Cardio-Thoracique de Bordeaux (CRCTB), INSERM U1045, spécialisé dans la culture cellulaire d’épithéliums bronchiques et nasaux (6) et ayant déjà eu recours à la méthode CRISPR-Cas9 pour modifier l’expression génique des cellules épithéliales bronchiques (Esteves et al., Cell Report 2022).
Il existe peu de modèle de cellules épithéliales bronchiques différenciées cultivées en milieu air-liquide pour l’étude fonctionnelle du gène CFTR.
Notre hypothèse est que la méthode CRISPR-Cas9 pourrait permettre de restaurer la synthèse de la protéine CFTR chez les patients atteints de mucoviscidose porteurs de mutation Codon stop de classe I et ainsi restaurer sa fonction au pôle apicale des cellules épithéliales bronchiques. Ce travail est une preuve de principe pour le développement futur de thérapie génique pour lequel une vectorisation devra être proposée.